XI. ANESTHÉSIE
Ce chapitre contient des directives et de l'information
sur l'anesthésie et le soulagement de la douleur chez les animaux d'expérimentation.
Cela ne veut pas dire que c'est un exposé détaillé et complet
sur la question, et les utilisateurs non vétérinaires devront
consulter un vétérinaire anesthésiste ou un vétérinaire
spécialisé dans les animaux d'expérimentation lorsqu'ils
auront à administrer ces drogues. Les annexes contiennent des informations
sur les dosages usuels et les méthodes d'administration des analgésiques,
des tranquillisants et des anesthésiques. Les drogues décrites
dans ce chapitre sont toutes des drogues vendues uniquement sur prescription
ou des drogues contrôlées. Les utilisateurs non vétérinaires
peuvent obtenir des prescriptions pour ces drogues d'un vétérinaire
licencié et ils devraient contacter le Bureau des drogues dangereuses,
Santé Canada, concernant l'utilisation des drogues contrôlées
en recherche.
Green (1982) a discuté des méthodes
d'évaluation de la profondeur de l'anesthésie, qui varient
avec les espèces animales et avec les drogues. On peut obtenir des
détails spécifiques dans les manuels et les articles de révision
mentionnés dans les références.
A. CONTRÔLE
DE L'ANESTHÉSIE
1. Généralités
Les sédatifs, les analgésiques
et les anesthésiques généraux doivent être utilisés
pour diminuer la douleur et l'angoisse, à moins que les objectifs
de l'étude n'en interdisent l'usage. Si tel est le cas, il faut
obtenir l'autorisation du Comité de protection des animaux (CPA).
Il arrive souvent que les anesthésiques
agissent sur les systèmes cardiovasculaire, respiratoire et thermorégulateur
en plus d'agir sur le système nerveux central (SNC). Il faut donc
faire tous les efforts pour maintenir la circulation, la fonction respiratoire
et la température corporelle des animaux anesthésiés
à l'intérieur des limites physiologiques normales (Parker
et Adams, 1978). Grâce à l'intubation endotrachéale,
les voies respiratoires ne seront pas obstruées et demeureront libres.
Les sujets exposés aux gaz anesthésiques
sur qui l'on pratique une chirurgie intra-abdominale, surtout les petits
animaux, peuvent faire de l'hypothermie. Ils peuvent en mourir ou prendre
beaucoup de temps à récupérer de l'anesthésie.
L'hypothermie peut être réduite si on place l'animal sur un
matelas chauffant à l'eau chaude ou sur tout autre dispositif permettant
de conserver la chaleur (Muir et Hubbell, 1989; Lumb et Jones, 1984; Flecknell,
1987).
2. Manipulation du
patient
L'animal devrait toujours être
manipulé doucement et calmement afin de ne pas trop l'exciter et
l'effrayer. Un état d'excitation prolongé dérange
le système circulatoire et le métabolisme du patient et provoque
un certain état de choc. Par ailleurs, tenter d'anesthésier
un animal qui se débat pose certains problèmes physiques
en plus d'accroître la possibilité d'une réaction anormale
à l'anesthésique. Ces questions sont d'autant plus importantes
lorsqu'il s'agit d'immobiliser et d'anesthésier des animaux sauvages
(Fowler, 1986).
3. Jeûne
Les chats, les chiens, les primates non
humains (PNH), les furets et les porcs doivent être gardés
à jeun de 8 à 12 heures avant l'anesthésie, afin de
diminuer les risques de vomissements pendant l'induction de l'anesthésie
ou pendant la période de réveil (Flecknell, 1987). Les très
petits mammifères ou les mammifères immatures doivent être
soumis à une période de jeûne beaucoup plus courte,
habituellement de deux à quatre heures, à cause de leur taux
métabolique plus élevé. Chez les ruminants, un jeûne
de 12 à 24 heures contribuera à diminuer le risque de ballonnement
du rumen. Cependant, il faut de (36 à 72) heures de jeûne
pour diminuer le volume des aliments dans le rumen. Les bovins ne doivent
pas boire d'eau dans les 12 heures qui précèdent la chirurgie,
afin de prévenir la régurgitation et l'augmentation du volume
du contenu du rumen. Il n'est pas nécessaire de faire jeûner
les petits rongeurs ou les lapins avant l'anesthésie, car ces animaux
ne vomissent pas lors de l'induction (Flecknell, 1987). Quant aux cobayes,
ils doivent jeûner de 6 à 12 heures avant l'anesthésie,
pour avoir le temps d'éliminer de leur bouche le bol alimentaire
qu'ils conservent à la base de la langue. Les petits oiseaux sont
rarement mis à jeun, afin de leur permettre de conserver leur énergie
au cours du stress de la procédure (Muir et Hubbell, 1989; NRC (États-Unis),
1977). Le jeûne chez les femelles en gestation de toutes les espèces
animales, particulièrement chez les ruminants, peut produire de
profonds dérangements métaboliques. À part les ruminants,
on doit fournir de l'eau à boire à tous les animaux jusqu'à
une heure avant l'induction de l'anesthésie (Flecknell, 1987).
4. Anticholinergiques
Les anticholinergiques bloquent la stimulation
parasympathique du système cardiopulmonaire et diminuent les secrétions
salivaires. On les utilise en combinaison avec des sédatifs et des
analgésiques comme prémédication à l'anesthésie
générale. Les anticholinergiques ne sont plus utilisés
de routine chez les animaux qui subissent une anesthésie. Ils sont
administrés de façon sélective, après un examen
clinique préanesthésique, et selon les besoins précis
de chaque animal, la réponse anticipée à l'anesthésique
et la tendance à développer de la bradycardie ou une salivation
excessive (Short, 1987).
a) Atropine: c'est l'agent anticholinergique
le plus utilisé, mais son administration de routine est contreversée
à cause de l'incidence élevée d'arythmie cardiaque
qui l'accompagne (contractions ventriculaires prématurées
et tachycardie du sinus) (Lumb et Jones, 1984; Flecknell, 1987). Son usage
est le plus souvent recommandé chez les PNH, les porcs, les cobayes
et les chinchillas pour diminuer les sécrétions des voies
respiratoires, alors qu'on ne doit pas l'administrer s'il y a déjà
une tachycardie importante (Green, 1982).
b) Glycopyrrolate: c'est un anticholinergique
d'ammonium quaternaire. Même si son mécanisme d'action est
semblable à celui de l'atropine, ses effets durent plus longtemps.
Il semble que le glycopyrrolate cause moins de tachycardie du sinus que
l'atropine (Paddleford, 1988). Il ne pénètre pas le SNC parce
qu'il passe difficilement la barrière sang-cerveau. De plus, à
l'encontre de l'atropine, il ne traverse pas la barrière placentaire,
ce qui indique qu'il est un agent anticholinergique périphérique
spécifique (Short, 1987).
B. TRANQUILLISANTS
ET SÉDATIFS
Les tranquillisants produisent un effet
calmant sans sédation (Green, 1982). Ils n'ont pas de propriétés
analgésiques, et même en fortes doses qui causent de l'ataxie
(défaillance de la coordination musculaire) et une dépression,
les animaux se réveillent facilement. Les tranquillisants sont utiles
parce qu'ils peuvent être administrés à un grand nombre
d'espèces animales, souvent en association avec d'autres médicaments,
pour diminuer la dose d'un anesthésique général et
permettre une induction anesthésique et un réveil plus faciles.
On utilise les sédatifs pour produire de la somnolence et diminuer
la peur et l'appréhension (Flecknell, 1987).
L'état psychologique de l'animal
avant que ne lui soient administrés les tranquillisants peut influencer
beaucoup le degré de sédation recherché. Les animaux
féroces, intraitables et en état d'agitation peuvent devenir
impossibles à manipuler à moins qu'on ne leur administre
des doses massives (mettant en état d'incapacité physique).
a) Phénothiazines (promazine,
acépromazine): ces agents produisent une sédation et
contribuent à réduire la dose des anesthésiques généraux,
mais ils causent une hypotension et une hypothermie modérées
(Lumb et Jones, 1984; Flecknell, 1987).
b) Benzodiazépines (diazéfam,
midazolam): ces agents produisent une sédation variable, selon
l'espèce animale (Lumb et Jones, 1984; Flecknell, 1987; Green, 1982).
Ce sont de bons relaxants musculaires et ils ne provoquent pas d'effets
secondaires marqués. Le diazépam ne peut être mélangé
avec d'autres agents hydrosolubles, alors que le midozolam est hydrosoluble
(Flecknell, 1987).
c) Butyrophénones (azapérone,
dropéridol): ces agents produisent des effets similaires à
ceux des phénothiazines, mais ils sont plus puissants et causent
moins d'hypotension (Lumb et Jones, 1984; Flecknell, 1987; Green, 1982).
Le dropéridol est utiisé en combinaison avec un opioïde
pour produire une analgésie neuroleptique (Flecknell, 1987).
d) Agonistes alpha-2-adrénergiques
(xylazine, détomidine, médétomidine)
i) Xylazine (Rompunmd):
c'est un sédatif et un analgésique qui agit comme un dépresseur
du SNC, et qui provoque une relaxation musculaire en inhibant la transmission
d'impulsions dans le SNC. Sa principale utilisation en anesthésie
des animaux d'expérimentation se fait en association avec la kétamine
pour produire une anesthésie chirurgicale. Cette combinaison a été
utilisée chez le chien, le chat, les PNH, les gros animaux domestiques
et les animaux sauvages (Olson et McCabe, 1986; Lumb et Jones, 1984). Elle
cause une dépression respiratoire et une bradycardie qui peut évoluer
vers un retard ou une interruption dans la conduction d'une impulsion de
contraction cardiaque (Flecknell, 1987). La xylazine augmente aussi la
susceptibilité du myocarde à la circulation des catécholamines
au cours de l'anesthésie à l'halothane (Short, 1987). Des
vomissements peuvent survenir chez le chien et le chat, et une accumulation
de gaz causée par de l'atonie gastro-intestinale (absence de tonus
normal ou de force) peut être un problème chez les gros chiens
et les gros ruminants (Lumb et Jones, 1984). La xylazine produit des changements
physiologiques profonds; il faut connaître ces effets qui sont souvent
spécifiques à l'espèce pour l'utiliser en toute sécurité.
La yohimbine et le 4-aminopyridine neutralisent la plupart des effets de
la xylazine, sans risque de rechute, chez plusieurs espèces (Jernigan,
Wilson, Booth et al. 1988), à l'exception des PNH (Lynch
et Line, 1985).
ii) Détomidine: cet agent
est vendu pour utilisation chez les chevaux. Il produit les mêmes
effets cardiovasculaires (bradycardie et hypotension) que la xylazine,
mais il est plus puissant et il a une durée d'action plus grande.
iii) Médétomidine:
ce tranquillisant est en processus d'évaluation pour utilisation
chez le chien et chez le chat. Il produit les mêmes effets cardiovasculaires
que la xylazine. La combinaison médétomidine/kétamine
présente plus d'avantages chez le chat que la combinaison xylazine/kétamine,
en ce sens qu'une dose plus faible de kétamine est requise, que
la durée d'action est plus longue et que l'analgésie est
meilleure (Verstegen, Fargetton, Donnay et al. 1990).
C. ANESTHÉSIQUES
GÉNÉRAUX
1. Anesthésiques
dissociants
Les anesthésiques dissociants créent
un état d'immobilisation chimique et une anesthésie caractérisée
par la rigidité musculaire et la dissociation de l'esprit du milieu
externe. Les yeux restent ouverts, ce qui nécessite l'utilisation
d'un onguent protecteur. Divers réflexes, incluant les réflexes
de clignotement et du larynx, demeurent intacts et une respiration normale
est maintenue. Il arrive fréquemment qu'il y ait une augmentation
de la fréquence cardiaque, de la tension artérielle et de
la pression intracrânienne. Par conséquent, leur utilisation
est contre-indiquée dans les cas de chirurgie crânienne et
intra-oculaire. Bien que l'on administre les anesthésiques dissociants
surtout aux singes et aux chats, ils ont aussi été utilisés
chez presque toutes les autres espèces de mammifères ainsi
que chez les oiseaux et les reptiles (Jones, 1977). Leur combinaison avec
un tranquillisant est recommandée chez la plupart des espèces,
pour favoriser l'analgésie et réduire le tonus musculaire
(Flecknell, 1987; Green, 1982).
a) Hydrochlorure de kétamine:
cet anesthésique est le plus communément utilisé de
ce groupe. La profondeur de l'anesthésie dépend de la dose.
Les effets secondaires incluent une forte salivation, qui peut être
contrôlée par l'atropine (Flecknell, 1987), une tendance aux
convulsions et un réveil accompagné d'agitation, de désorientation
et d'hallucinations, qui peuvent être contrôlées par
l'administration de tranquillisants et de barbituriques (Lumb et Jones,
1984). Dans tous les cas, si on laisse l'animal tranquille dans un milieu
sans bruit et sombre, il récupérera facilement.
b) Tilétamine: cet anesthésique
est semblable à la kétamine mais ses effets durent plus longtemps
et sont plus puissants; c'est pour cela qu'il faut l'utiliser en plus petite
dose. Il est la plupart du temps vendu en combinaison avec le tranquillisant
zolazépam (Télazolmd), qui améliore la
relaxation musculaire, l'effet dépresseur sur le SNC et le réveil
de l'anesthésie, et qui prévient aussi les crises dues à
la tilétamine. Après une anesthésie à la tilétamine,
les chats peuvent prendre de 12 à 36 heures avant de redevenir cliniquement
normaux. La combinaison tilétamine/zolazépam s'est avérée
utile chez les rats et les gerbilles, mais non chez les souris et les hamsters
(Hrapkiewicz, Stein et Smiler, 1989). Finalement, la tilétamine
est néphrotoxique chez le lapin (Brammer, Doerning, Chrisp et
al. 1991; Doerning, Brammer, Chrisp et al. 1992).
2. Barbituriques
Les barbituriques diffèrent des
tranquillisants et des opioïdes en ce sens que l'augmentation progressive
de la dose intensifie la dépression, jusqu'à ce qu'un état
d'anesthésie générale soit atteint. Ils n'ont pas
d'effets analgésiques et leur usage premier se situe au niveau de
l'induction et/ou du maintien de l'anesthésie générale.
Les barbituriques sont de puissants dépresseurs respiratoires et
leurs effets sur le système cardio-vasculaire sont variables. Lorqu'ils
sont administrés en doses moyennes, il se produit quelquefois de
l'agitation (Green, 1982).
On groupe les barbituriques selon la durée
de leur action, soit de longue durée (phénobarbital), de
courte durée ou de moyenne durée (pentobarbital) et de très
courte durée (thiopental, thiamylal, méthohexital) (McLaughlin,
1988). Les anesthésiques à action courte et très courte
sont couramment utilisés pour anesthésier. La durée
de l'anesthésie varie beaucoup avec les espèces animales.
Cependant, en général, les barbituriques de courte ou de
moyenne durée d'action produisent approximativement de deux à
trois heures d'anesthésie, et les barbituriques de très courte
durée d'action, de 10 à 20 minutes (McLaughlin, 1988).
Les variations dans la dose/réponse
et la durée des effets des barbituriques sont très grandes
à l'intérieur des espèces animales et entre elles
(Olson, 1986a; Green, 1982; McLaughlin, 1988). Voici quelques exemples
de variations observées avec un anesthésique à durée
d'action moyenne, le pentobarbital:
i) la période de sommeil
des chats est considérablement allongée (McLaughlin, 1988);
ii) les souris prennent deux fois
plus de temps à récupérer de l'anesthésie sur
une litière à base de bois dur que sur une litière
à base de bois mou, et les souris mâles dorment plus longtemps
que les femelles (McLaughlin, 1988);
iii) la durée de l'anesthésie
produite chez les chevaux et les bovins adultes est relativement courte;
cependant, la période de réveil est longue et difficile (Lumb
et Jones, 1984).
Lorsque c'est possible, les barbituriques
doivent être administrés par voie intraveineuse, lentement,
jusqu'à l'effet désiré. Les autres voies d'administration
sont beaucoup moins satisfaisantes, car il est plus difficile d'évaluer
le dosage et les effets dus à l'anesthésie sont moins prévisibles.
Tous les barbituriques peuvent causer de la nécrose cutanée
si l'injection est accidentellement faite autour du vaisseau (McLaughlin,
1988).
Même si les barbituriques sont couramment
utilisés, ils ne sont pas souvent de bons choix comme anesthésiques
généraux, à cause de leur faible effet analgésique,
des effets cardiovasculaires profonds, de la mortalité élevée
et de nombreux facteurs externes qui affectent la dose/réponse et
la durée du sommeil. On peut faire une bonne anesthésie en
combinant un barbiturique avec un tranquillisant, un sédatif ou
un opioïde (Olson, 1986a; Lumb et Jones, 1984; McLaughlin, 1988).
3. Chloralose
Le chloralose peut être utilisé
pour des expériences sans survie qui requièrent une
anesthésie prolongée et un minimum d'interventions chirurgicales
(Flecknell, 1987; Holzgrefe, Everitt et Wright, 1987). Il existe un désaccord
à son sujet, à savoir si le chloralose est un vrai anesthésique
ou un hypnotique avec peu d'action analgésique. On l'utilise surtout
dans des études physiologiques pour conserver les réflexes
vagaux et centraux, ou pour préserver la fonction myocardiaque dans
des études cardiovasculaires aiguës. Bien qu'on pense généralement
que le chloralose n'a pas d'applications dans des études avec survie
ou en médecine vétérinaire clinique (Lumb et Jones,
1984), une étude récente a démontré que l'utilisation
répétée du chloralose sur une longue période
de temps chez les chiots ne provoquait aucun signe de toxicité (Grad,
Witten, Quan et al. 1988).
4. Uréthane
(Uréthane, Carbonate d'éthyl)
L'uréthane produit de longues périodes
d'anesthésie, il possède une grande marge de sécurité
et il a peu d'effet sur la pression artérielle et la respiration.
Cet anesthésique produit suffisamment d'analgésie pour permettre
les manipulation chirurgicales (Flecknell, 1987). Cependant, cette drogue
doit être manipulée avec d'extrêmes précautions,
car elle est considérée comme cytotoxique, carcinogène
et immunosuppressive. L'uréthane provoque aussi de profondes
perturbations dans la fonction gastro-intestinale et il stimule l'hypothalamus
et l'hypophyse (Olson, 1985). On ne doit pas permettre à un animal
de récupérer d'une anesthésie à l'uréthane.
5. Saffanmd
Le Saffanmd est la combinaison
de deux stéroïdes, l'alphaxalone et l'alphadolone, dissouts
dans un surfactant (véhicule), le Crémaphor EL, pour le rendre
soluble. On l'administre par voie intraveineuse ou intramusculaire, cette
dernière donnant plus de résultats imprévisibles.
Le relâchement musculaire est bon et le réveil est rapide.
Il est rapidement métabolisé et c'est un excellent anesthésique
pour le maintien d'une anesthésie de longue durée (Flecknell,
1987). Le Saffanmd a été utilisé chez le
chat, le porc, les gros animaux domestiques, les petits PNH, les rongeurs,
les oiseaux et les animaux exotiques (Lumb et Jones, 1984; Flecknell, 1987;
Green, 1982). On ne le recommande pas chez le chien à cause de la
libération massive d'histamine que provoque souvent son véhicule,
le Crémaphor EL (Flecknell, 1987). Le Saffanmd ne doit
pas être utilisé avec des barbituriques (Flecknell, 1987).
6. Tribomoéthanol
(Avertin)
L'usage de l'Avertin est controversé
à cause des grandes variations de résultats obtenues dans
différents laboratoires. Même s'il n'est plus disponible au
Canada, on peut le retrouver sous d'autres formes. Vendu sous forme de
poudre, il doit être dissout dans de l'hydrate d'amylène et
ensuite dilué avec de l'eau distillée à 40C immédiatement
avant usage. On doit faire attention d'utiliser seulement des solutions
fraîches, car il se décompose rapidement à la lumière
ou à des températures au-dessus de 40C, produisant des sous-produits
qui sont très irritants pour les tissus. On l'administre par voie
intrapéritonéale chez les rongeurs (Green, 1982), provoquant
un bon relâchement musculaire et une dépression respiratoire
et cardiovasculaire modérée (Flecknell, 1987; Green, 1982).
Cependant, la mortalité postopératoire est fréquente
à cause des adhérences péritonéales. Même
si on emploie des solutions fraîchement préparées,
la mortalité est souvent élevée après l'administration
d'un deuxième anesthésique à une date ultérieure
(Green, 1982; Norris et Turner, 1983).
7. Antagonistes anesthésiques
non spécifiques injectables
Plusieurs agents ont la possibilité
de neutraliser plusieurs effets des anesthésiques non opioïdes
injectables, grâce à des propriétés antagonistes
spécifiques.
a) Yohimbine: cet agent bloque les
récepteurs alpha-2-surrénaliens et antagonise partiellement
les barbituriques, la xylazine, la kétamine, les benzodiazépines
et les phénothiazines (Fowler, 1986; Lumb et Jones, 1984).
b) 4-aminopyridine (4-AP): il antagonise
partiellement la xylazine, la kétamine et les barbituriques. La
yohimbine et le 4-AP sont souvent combinés pour neutraliser de façon
plus efficace (Lumb et Jones, 1984).
c) Doxapram: c'est un stimulant
respiratoire et non un agent neutralisant en soi. Cependant, on l'a utilisé
pour antagoniser partiellement la dépression respiratoire causée
par l'anesthésie aux barbituriques chez les chiens (Hatch, Jernigan,
Wilson et al. 1986).
8. Anesthésiques
pour inhalation
Les anesthésiques pour inhalation
ont l'avantage de requérir une détoxication minimale par
l'organisme, puisqu'ils sont expirés par les poumons et que le niveau
d'anesthésie peut être contrôlé facilement et
rapidement. Cependant, leur usage requiert un équipement spécial
pour les administrer et une surveillance constante du patient (Stimpfel
et Gershey, 1991). Certains de ces anesthésiques sont explosifs
ou inflammables, ou irritants pour les tissus. L'exposition chronique à
certains de ces anesthésiques est dangereuse pour la santé
du personnel des salles de chirurgie (Lumb et Jones, 1984).
La rapidité d'induction de l'anesthésie
et du réveil dépend de la solubilité de l'anesthésique
dans le sang. Les anesthésiques hautement solubles (méthoxyflurane)
atteignent lentement l'équilibre dans le sang; par conséquent,
l'induction de l'anesthésie et la durée du réveil
durent plus longtemps. Les anesthésiques insolubles (halothane)
atteignent l'équilibre rapidement, rendant plus facile le contrôle
de la profondeur de l'anesthésie mais augmentant les risques liés
à la possibilité d'une surdose rapide (Flecknell, 1987).
Les équipements suivants sont nécessaires
lors de l'utilisation des anesthésiques en inhalation:
i) un pulvérisateur pour
anesthésiques volatils;
ii) une source de gaz vecteur (habituellement
l'oxygène ou l'air);
iii) un respirateur à l'aide
duquel le sujet inhale le mélange anesthésique;
iv) un masque ou un tube endotrachéal
branché au respirateur (Sedgwick et Jahn, 1980; Gilroy, 1981). Des
exceptions seront considérées plus loin. De nombreux dispositifs
simples ont été mis au point à cette fin; ils sont
décrits dans les publications qui traitent des petits animaux d'expérimentation
(Dudley, Soma, Barnes et al. 1975; Skartvedt et Lyon, 1972; Rich,
Grimm, Wong et al. 1990; Olson, 1986b; Levy, Zwies et Duffy, 1980;
Mulder et Hauser, 1984).
On doit prendre des précautions,
comme l'utilisation d'un système d'évacuation des gaz, pour
ne pas exposer indûment le personnel aux gaz des anesthésiques
volatils (Muir et Hubbell, 1989). Plusieurs publications font état
de risques pour la santé des personnes qui sont exposées
pendant longtemps et d'une façon répétitive à
de faibles concentrations d'halothane (toxicité hépatocellulaire),
de méthoxyflurane (toxicité rénale), de protoxyde
d'azote (maladie neurologique et anémie pernicieuse) et aux ingesta
chroniques de chloroforme (tumeurs rénales et hépatiques
chez les rongeurs) (Rettig, 1987; Stimpfel et Gershey, 1991). Les gaz d'expiration
doivent être évacués vers l'extérieur ou adsorbés
sur du charbon activé (Mitchell, 1976).
a) Agents volatils à base d'éther
i) Éther diéthylique:
c'est
un agent hautement volatil, relativement peu puissant et doté d'une
grande marge de sécurité. L'éther produit une bonne
relaxation musculaire et une bonne analgésie, mais il est très
irritant pour les muqueuses. Ses vapeurs sont très explosives, c'est
pourquoi il faut manipuler et entreposer ce produit avec beaucoup de précaution.
À cause des risques d'explosion, on n'encourage pas l'usage de l'éther
puisqu'il existe d'excellentes solutions de remplacement (Flecknell,
1987; Stimpfel et Gershey, 1991).
ii) Méthoxyflurane (Métofane):
c'est
un anesthésique à base d'éther, très soluble
et très puissant. Parce qu'il est faiblement volatil, le méthoxyflurane
peut être utilisé pour l'induction avec des chambres anesthésiques
et pour le maintien de l'anesthésie avec un cône nasal. Il
produit une certaine dépression respiratoire et cardiovasculaire,
mais moins que l'halothane à des profondeurs d'anesthésie
comparables. Il se produit aussi une sensibilisation myocardique, mais
pas aussi importante qu'avec l'halothane. La relaxation musculaire et l'analgésie
sont bonnes, et il n'est ni irritant ni explosif à des concentrations
anesthésiques. Chez les animaux, une anesthésie au métoxyflurane
de moins d'une heure n'est habituellement pas liée à la toxicité
hépatorénale, spécialement si on évite les
périodes d'hypoxie et/ou d'hypercapnie (Stimpfel et Gershey, 1991).
iii) Enflurane: cet anesthésique
provoque une induction et un réveil rapides de l'anesthésie.
Il fournit des niveaux modérés d'analgésie et de relaxation
musculaire, cette dernière diminuant avec l'augmentation des concentrations
d'anesthésique. L'enflurane produit une dépression profonde
des fonctions respiratoire et myocardique (Short, 1987). Il est largement
éliminé par les poumons. À l'encontre de l'halothane,
cette drogue est très peu métabolisée par le foie,
ce qui peut offrir certains avantages expérimentaux; autrement,
il y a peu de différence entre l'enflurane et l'halothane en termes
d'efficacité (Flecknell, 1987). L'enflurane coûte cher et
requiert un pulvérisateur spécial.
iv) Isoflurane: cet analgésique
est moins puissant que l'halothane ou le méthoxyflurane. Il est
relativement insoluble, permettant une induction et un réveil rapides.
On peut l'utiliser dans le pulvérisateur de l'halothane à
condition de le recalibrer. Il produit une dépression respiratoire
légèrement plus importante que l'halothane, mais une dépression
cardiovasculaire légèrement plus faible (Flecknell, 1987).
La sensibilité du myocarde aux catécholamines est à
peu près nulle. En fait, de tous les anesthésiques pour inhalation,
l'isofluorane est le plus sécuritaire pour le système cardiovasculaire.
Il produit une meilleure relaxation que l'halothane, mais il a de moins
bonnes propriétés analgésiques. L'isoflurane subit
encore moins de transformations biologiques que l'enflurane et il est presque
complètement éliminé par l'expiration (Flecknell,
1987). Cet anesthésique dégage une odeur âcre qui peut
amener l'animal à retenir sa respiration durant l'induction. On
ne lui connaît pas de toxicités, mais il est cher à
l'achat (Raper, Barker, Burwen et al. 1987).
b) Hydrocarbures halogénés
i) Halothane: c'est
un hydrocarbure halogéné très puissant et très
volatil. Il ne doit être utilisé qu'à l'aide d'un pulvérisateur
d'une grande précision. Il produit une dépression du système
cardiovasculaire, selon la dose, et de l'hypotension (Flecknell, 1987).
Il occasionne une dépression myocardique et une sensibilisation
aux catécholamines circulantes. L'halothane est raisonnablement
analgésique et il produit une relaxation musculaire. Les vapeurs
ne sont pas explosives ni irritantes, mais elles peuvent être hépatotoxiques
chez l'homme (Lumb et Jones, 1984).
c) Autres agents
i) Protoxyde d'azote: il est très
peu efficace comme anesthésique. Chez la plupart des espèces
animales, il ne permet pas d'induire un état d'anesthésie
générale ou même d'inconscience (Flecknell, 1987; Mahmoudi,
Cole et Shapiro, 1989). Étant donné qu'il a peu d'effets
sur le système cardiopulmonaire, on peut l'utiliser pour diminuer
les concentrations requises d'autres agents, réduisant ainsi le
degré de dépression à une profondeur particulière
de l'anesthésie (Flecknell, 1987). Le protoxyde d'azote a certaines
propriétés analgésiques chez les animaux, mais son
efficacité est au moins la moitié grande que chez l'homme
(Short, 1987). Tout de suite après l'administration du protoxyde
d'azote, on doit donner de l'oxygène pur à l'animal afin
de prévenir l'hypoxie causée par la diffusion rapide du gaz
dans l'organisme (Flecknell, 1987; Short, 1987). Le protoxyde d'azote
présente de nombreux risques au travail, à cause de cela,
il faut l'éliminer. Si un gaz véhiculant est requis,
l'oxygène pur est efficace et non toxique, et il est essentiel à
la vie (Stimpfel et Gershey, 1991).
D. RELAXANTS MUSCULAIRES
1. Gaïacolate
de glycéryle
Le gaïacolate de glycéryle
(guaiphénésine) est un relaxant musculaire qui agit sur le
SNC en bloquant les neurones intercalaires de la moelle épinière.
Étant donné qu'il a peu d'effet sur le diaphragme, il produit
une relaxation musculaire sans paralyser la respiration. Il se produit
un état de sédation et d'hypnose; cependant, on ne s'accorde
pas sur le degré de l'analgésie. La guaiphénésine
est le plus souvent utilisée à titre d'élément
de la technique d'induction de l'anesthésie chez les gros animaux
domestiques. Elle est utilisée en combinaison avec le thiobarbiturate
pour des chirurgies courtes et pour l'intubation avant l'administration
d'un anesthésique par inhalation (Lumb et Jones, 1984). Elle a aussi
été ajoutée à la kétamine et à
la xylazine pour faire de bonnes anesthésies chez les poneys, les
chiens et les porcs avec un minimum de dépression cardiovasculaire
et respiratoire. Cette combinaison a aussi été utilisée
dans des infusions continues pour une anesthésie de longue durée
chez le chat (Brown, McCarthy et Bennett, 1991).
2. Agents bloquants
neuromusculaires
La succinylcholine (un agent dépolarisant),
le curare, le pancuronium, la gallamine, l'atacurium et le vécuronium
(des agents non dépolarisants) sont des agents bloquants neuromusculaires
qui agissent en périphérie au niveau des jonctions neuromusculaires.
Les anticholinestérases comme la néostiaminine, la pyridostiaminine
et l'édrophonium sont des antagonistes aux agents non dépolarisants,
mais ils sont inefficaces contre les agents dépolarisants (Lumb
et Jones, 1984). Les agents bloquants neuromusculaires sont utilisés
comme compléments aux anesthésiques généraux,
là où on désire une relaxation musculaire profonde.
Puisque ces agents produisent seulement
une paralysie des fonctions motrices et qu'ils ne sont ni sédatifs
ni analgésiques, leur utilisation sur les animaux conscients est
à proscrire (voir aussi
Principes régissant la recherche
sur les animaux).
Les agents bloquants neuromusculaires abolissent
certains signes qu'on utilise pour évaluer la profondeur de l'anesthésie.
Les fonctions du système nerveux autonome demeurent intactes lorsqu'on
utilise les nouveaux agents (atacurium, vercuronium). Par conséquent,
si on détecte une augmentation de la fréquence cardiaque
et de la pression artérielle, cela peut indiquer qu'il y a perception
de la douleur. On doit alors placer les animaux sur un respirateur car
les muscles de la respiration sont paralysés. Si un agent bloquant
neuromusculaire fait partie du protocole d'anesthésie, il est extrêmement
important d'avoir à sa disposition l'équipement adéquat
et un personnel qui a de l'expérience dans l'utilisation de ces
agents.
E. ANESTHÉSIQUES
LOCAUX ET RÉGIONAUX
Les anesthésiques locaux, comme
la lidocaïne, la procaïne, la bupivacaïne et la tétracaïne,
peuvent servir à bloquer l'innervation d'une région limitée
pour exécuter des procédures mineures ou rapides. L'anesthésie
locale est aussi fréquemment utilisée comme complément
à divers agents sédatifs et hypnotiques lors de procédures
prolongées et invasives, une césarienne par exemple. Les
anesthésiques locaux peuvent être utilisés pour faire
l'infiltration régionale d'un site chirurgical, pour le blocage
d'un champ, pour le blocage nerveux et pour des anesthésies épidurales
et spinales (Green, 1982; Elmore, 1981; Kero, Thomasson et Soppi, 1981;
Gray et McDonell, 1986). Pour ces trois dernières procédures,
il faut recourir au vétérinaire (Lumb et Jones, 1984; Gray
et McDonell, 1986). On a aussi utilisé une combinaison lignocaïne/prilocaïne
sur la peau pour exécuter des prises de sang sans douleur chez certains
animaux d'expérimentation (Flecknell, Liles et Williamson, 1990).
F. HYPNOSE ANIMALE
(immobilité tonique)
Un état d'hypnose ou d'immobilité
tonique peut être induit facilement chez une variété
d'animaux comme le lapin, les oiseaux, les petits rongeurs et les reptiles.
(Prestrude et Crawford, 1970; Danneman, White, Marshall et al. 1988).
L'hypnose est caractérisée par l'absence de mouvements spontanés
ou de réponses à des stimuli externes pendant plusieurs minutes;
elle se manifeste aussi dans des conditions stressantes ou de peur. On
sait que les animaux sont conscients de leur milieu, et on peut interrompre
l'hypnose par des stimulations tactiles ou auditives douces. On l'induit
habituellement en plaçant l'animal sur le dos et en étirant
doucement le cou et les membres postérieurs pour exercer une traction
sur la colonne vertébrale. Des travaux récents indiquent
qu'un certain degré d'analgésie accompagne l'hypnose, mais
la susceptibilité à l'hypnose varie beaucoup d'un animal
à l'autre. Par conséquent, l'hypnose n'est pas recommandée
comme étant une solution valable pour remplacer les analgésiques
appropriés lorsqu'on exécute des procédures douloureuses
(Danneman,
White, Marshall et al. 1988).
G. CONSIDÉRATIONS
SUR CHAQUE ESPÈCE ANIMALE
a) Chien
Anesthésie générale:
administration d'un sédatif, suivie de l'injection intraveineuse
d'un barbiturique à très courte durée d'action, de
l'intubation et du maintien de l'anesthésie avec un anesthésique
pour inhalation. Ou bien on peut utiliser des barbituriques à durée
d'action moyenne ou à longue durée d'action, mais ces analgésiques
sont peu efficaces et peuvent provoquer une dépression respiratoire
et cardiovasculaire profonde (Flecknell, 1987; Green, 1982). On peut exécuter
des chirurgies mineures avec des analgésiques neuroleptiques combinés
avec la xylazine ou avec le diazépam (Green, 1982).
b) Chat
Anesthésie générale:
adminstration d'un sédatif, induction de l'anesthésie avec
un agent injectable, intubation et maintien de l'anesthésie avec
un anesthésique pour inhalation (Green, 1982). On doit vaporiser
le larynx avec un anesthésique local, comme la lidocaïne 2%
(sans épinéphrine), avant l'intubation (Flecknell, 1987).
L'utilisation d'un masque à induction avec un anesthésique
pour inhalation est aussi bien tolérée, si le chat a reçu
préalablement un sédatif et est manipulé de façon
experte. Des combinaisons de kétamine et la kétamine seule
se sont avérées très utiles pour l'immobilisation
et pour des petites chirurgies (Flecknell, 1987; Ingwersen, Allen, Dyson
et
al. 1988). Le Saffanmd ou la xylazine produisent une sédation
et une anesthésie efficaces pour de petites chirurgies (Flecknell,
1987; Green, 1982).
c) Furet
L'injection intraveineuse de drogues chez
le furet éveillé peut être difficile; c'est pourquoi
il faut utiliser d'autres voies d'administration. L'injection intramusculaire
de kétamine ou de combinaisons de kétamine est très
pratique (Muir et Hubbell, 1989; Moreland et Glaser, 1985), ainsi que l'injection
de la combinaison fentanyl/dropéridol et du Saffanmd
par voie intraveineuse (Flecknell, 1987; Green, 1982). Une chambre à
induction spéciale est habituellement utilisée pour faire
l'anesthésie par inhalation; le maintien de l'anesthésie
est par la suite assuré à l'aide d'un masque ou d'une intubation
(Poole, 1987; Moody, Bowman et Lang, 1985).
d) Lapin
Des combinaisons d'analgésiques
neuroleptiques et de kétamine avec la xylazine, l'acépromazine
ou l'azapérone ont été utilisées chez le lapin
avec succès (Muir et Hubbell, 1989; Olson, 1986a; Flecknell, 1987;
Lipman, Marini et Erdman, 1990). La kétamine seule ne produit pas
une anesthésie ou une analgésie adéquate (Lumb et
Jones, 1984; Flecknell, 1987). Le Saffanmd produit un degré
d'analgésie généralement faible. En doses suffisamment
élevées pour produire une anesthésie chirurgicale
moyenne ou profonde, on peut observer une apnée soudaine suivie
d'un arrêt cardiaque (Flecknell, 1987). On rapporte qu'une technique
d'infusion intraveineuse continue de kétamine et de xylazine a maintenu
en état d'anesthésie légère pendant des périodes
allant jusqu'à quatre heures, mais l'hypoxie et l'hypotension sont
alors importantes (Wyatt, Scott et Richardson, 1989). Les lapins tolèrent
bien les anesthésiques par inhalation et l'induction de l'anesthésie
avec un masque (Peeters, Gil, Teske
et al. 1988). L'intubation endotrachéale
chez le lapin est relativement difficile pour des raisons anatomiques.
Les barbituriques seuls ne sont pas recommandés chez le lapin, parce
que la dose requise pour atteindre une anesthésie chirurgicale est
très près de la dose léthale. Des arrêts respiratoires
arrivent fréquemment avant le début de l'anesthésie
chirurgicale. On peut utiliser les barbituriques si on les associe à
un sédatif ou à un tranquillisant (Olson, 1986a; Peeters,
Gil, Teske et al. 1988). Si on utilise l'atropine, ce doit être
à des doses élevées pour neutraliser l'action de l'atropinase
sérique (Muir et Hubbell, 1989).
e) Petits rongeurs d'expérimentation
(rats, souris, cobayes, gerbilles, hamsters et rongeurs sauvages)
Il n'est pas nécessaire de retenir
la nourriture et l'eau avant l'anesthésie, étant donné
que, normalement, les rongeurs ne vomissent pas (Flecknell, 1987). Parmi
les anesthésiques utilisés chez les petits rongeurs, on retrouve
les barbituriques, la kétamine et les combinaisons avec la kétamine
(Muir et Hubbell, 1989; Flecknell, 1987; Wixson, 1987a, 1987b), les analgésiques
neuroleptiques (Muir et Hubbell, 1989; Green, 1982; Parkes, 1987; Olson,
1986a), la combinaison tilétamine/zolazépam (Muir et Hubbell,
1989) et le Saffanmd (Green, 1982). La kétamine utilisée
seule produit une dépression respiratoire importante si elle est
administrée en doses suffisamment élevées pour une
anesthésie chirurgicale chez les petits rongeurs (Flecknell, 1987).
La combinaison kétamine/xylazine cause une nécrose musculaire
chez le hamster syrien, aussi on ne la recommande pas chez cette espèce
(Gaertner, Boschert et Schoeb, 1987). Le même problème a été
rapporté avec la combinaison fentanyl/dropéridol chez le
cobaye (Holmes, 1984). Les combinaisons de kétamine et le pentobarbital
ne sont pas de bons anesthésiques chez la gerbille, mais les combinaisons
fentanyl/métomidate (Flecknell, John, Mitchell et al. 1983)
et tilétamine/zolazépam se sont avérées efficaces
(Hrapkiewicz, Stein et Smiler, 1989). On utilise toujours couramment les
barbituriques, mais ce sont des analgésiques fort peu efficaces
et ils causent souvent une forte mortalité, spécialement
lorsqu'ils sont injectés par voie intrapéritonéale
ou lorsque les solutions commerciales non diluées sont injectées
par voie intraveineuse (on recommande de les diluer). On peut atteindre
une bonne anesthésie si on les combine avec un sédatif, un
tranquillisant ou un opioïde (Olson 1986a).
Pour l'induction de l'anesthésie
avec un anesthésique par inhalation, on doit utiliser un local réservé
à cette fin, puis l'anesthésie peut être maintenue
avec un masque facial. L'intubation endotrachéale est difficile
à faire chez les petits rongeurs, et elle requiert des laryngoscopes
spécialement fabriqués à cette fin (Flecknell, 1987).
Administrer une anesthésie générale
sans danger chez le cobaye est notoirement difficile, puisque cet animal
conserve son réflexe pédieux et fait des mouvements de contorsion
même lorsqu'il est profondément anesthésié (Holmes,
1984). La réponse des cobayes aux anesthésiques injectables
est très variable. On peut rencontrer comme complications postanesthésiques,
des infections respiratoires, des troubles digestifs et une dépression
générale (Flecknell, 1987). La rachi-anesthésie est
une solution de rechange valable (Green, 1982).
De très brèves procédures
(p. ex. la prise de sang dans le sinus orbitaire) peuvent être faites
chez les rongeurs en utilisant un mélange égal de gaz carbonique
et d'oxygène, si on retire l'animal de la chambre à gaz aussitôt
que le réflexe pédieux est disparu (Green, 1982; Fenwick
et Blackshaw, 1989).
On peut utiliser l'hypothermie pour anesthésier
les souris et les rats nouveau-nés (âgés de 1-2 jours).
Il suffit de placer les animaux dans un mélange d'eau et de glace
fondante pendant 20 à 30 minutes (Green, 1982).
f) Primates non humains
La kétamine et ses combinaisons
sont le plus souvent utilisées pour l'immobilisation, particulièrement
lorsqu'on désire un réveil rapide. Les analgésiques
neuroleptiques ont aussi été utilisés et le Saffanmd
est très pratique chez les petites espèces comme les marmosets.
Les PNH peuvent être intubés et l'anesthésie en inhalation
peut être administrée en utilisant des techniques semblables
à celles utilisées chez les humains (Flecknell, 1987; Sainsbury,
Eaton et Cooper, 1989).
g) Cheval
Les périodes d'induction anesthésique
et de réveil chez le cheval peuvent être marquées par
de l'excitation. En raison de la taille et de la force de cet animal, il
faut prévoir des installations spéciales. On doit également
obtenir les conseils d'un vétérinaire. La xylazine et l'acépromazine
sont habituellement utilisées comme pré-anesthésiques,
suivies d'un agent d'induction (thiamylal de sodium, guaiphénesine,
etc.), et d'un anesthésique pour inhalation (Muir et Hubbell, 1989;
Green, 1982).
h) Ruminants
Plusieurs procédures chirurgicales
peuvent être faites sous anesthésie locale ou régionale
(Muir et Hubbell, 1989; Green, 1982; Gray et McDonell, 1986). Les plus
grands problèmes causés par la sédation et l'anesthésie
générale sont la régurgitation, l'hypoventilation
et le ballonnement. L'utilisation de l'atropine chez les ruminants est
controversée, parce qu'elle provoque du ballonnement et augmente
la viscosité de la salive tout en ne diminuant pas la quantité.
En donnant aux ruminants une dose de xylazine qui est le dixième
de celle du cheval, on réussit à les faire coucher. Il est
probablement mieux d'injecter la xylazine par voie intraveineuse chez le
mouton et la chèvre, vu que l'injection intramusculaire produit
des résultats imprévisibles. On doit noter que certaines
chèvres semblent particulièrement sensibles à la xylazine
(Hall et Clarke, 1991). Le ballonnement est souvent un problème
qui suit l'administration de xylazine, et au cours des trois derniers mois
de la gestation, les animaux peuvent avorter (Muir et Hubbell, 1989). La
combinaison xylazine/kétamine avec ou sans guaiphénésine
peut être utilisée pour des procédures chirurgicales
assez courtes (Coulson, Januszkiewicz, Dodd et al. 1989). Pour le
mouton, on recommande d'injecter le Saffanmd et la combinaison
kétamine/diazépam (Flecknell, 1987).
Même si le thiopental est utile à
l'induction de l'anesthésie, on ne recommande pas le pentobarbital,
spécialement chez la chèvre, à cause de la dépression
respiratoire qu'il provoque. Jusqu'à l'âge de trois mois,
les animaux métabolisent très mal les barbituriques (Muir
et Hubbell, 1989).
L'induction avec un anesthésique
pour inhalation comme l'halothane ou l'isoflurane, à l'aide d'un
masque, est particulièrement utile chez les plus petites espèces.
On doit toujours intuber le mouton pour prévenir l'aspiration d'aliments
s'il y a régurgitation. On fait l'intubation à l'aide d'un
laryngoscope chez les petits ruminants et par la palpation directe du larynx
chez les gros ruminants. La vaporisation de lidocaïne sur les cordes
vocales des moutons avant l'intubation prévient les spasmes laryngés
(Flecknell, 1987).
i) Porc
On doit faire jeûner les porcs 12
heures avant la chirurgie pour prévenir les vomissements, mais ils
peuvent boire jusqu'au moment de leur administrer une prémédication
anesthésique (Muir et Hubbell, 1989). Étant donné
que la dépression respiratoire est une séquelle fréquente
de l'anesthésie générale chez le porc, on recommande
d'utiliser des drogues neutralisantes comme la xylazine ou les opioïdes
(Green, 1982; Muir et Hubbell, 1989). L'anesthésie épidurale
est communément utilisée (Muir et Hubbell, 1989). La kétamine
combinée avec la xylazine, le diazépam, l'acépromazine
ou le fentamyl/dropéridol produit de bons résultats comme
anesthésique général (Muir et Hubbell, 1989; Green,
1982; Swindle, 1985), ainsi que d'autres anesthésiques en injection
comme le Saffanmd (Flecknell, 1987) et la combinaison tilétamine/zolazépam
(Muir et Hubbell, 1989; Bauck, 1984; Cantor, Brunson et Reibol, 1981).
Quant aux barbituriques, on les utilise généralement seulement
en combinaison avec un sédatif (Muir et Hubbell, 1989). L'azapérone
provoque une sédation mais pas d'anesthésie (Flecknell, 1987).
Les anesthésiques pour inhalation
sont bien tolérés et on peut faire facilement l'induction
avec un masque chez les petits porcs (Becker, 1986). L'intubation de la
trachée est difficile pour des raisons anatomiques (Lumb et Jones,
1984; Flecknell, 1987; Green, 1982) et il faut vaporiser de la lidocaïne
sur les cordes vocales pour prévenir les spasmes du larynx (Green,
1982).
On a observé, chez les porcs, en
réponse aux anesthésiques par inhalation (spécialement
l'halothane), de l'hyperthermie maligne, de la dépolarisation des
relaxants musculaires et du stress. Une prédisposition à
l'hypothermie est probablement héréditaire (Basrur, Bouvet
et McDonell, 1988) et elle est le plus fréquemment rencontrée
chez les races Landrace et Poland China. L'hyperthermie maligne se traite
bien avec du dantrolène (Muir et Hubbell, 1989).
j) Oiseaux
L'hypothermie est un problème fréquemment
rencontré lors d'une anesthésie générale, spécialement
chez les petits oiseaux. Ces derniers sont aussi sujets au choc et leurs
petits vaisseaux fragiles rendent les injections intraveineuses difficiles
à exécuter (Green, 1982). La kétamine est un pré-anesthésique
efficace et les combinaisons kétamine/xylazine (Muir et Hubbell,
1989) ou kétamine/diazépam (Fowler, 1986) sont deux anesthésiques
injectables des plus sûrs. La combinaison tilétamine/zolazépam
peut remplacer la combinaison kétamine/xylazine (Muir et Hubbell,
1989; Green, 1982). Le diazépam combiné au chloropent (hydrate
de chloral, pentobarbital de sodium, sulfate de magnésium) produit
une anesthésie chirurgicale de 60 à 90 minutes chez les oiseaux
domestiques (Christensen, Fosse, Halverson et al. 1987). Le Saffanmd
a été utilisé chez plusieurs espèces aviaires
(Lumb et Jones, 1984). Cependant, on doit l'injecter par voie intraveineuse,
et même alors, il faut l'utiliser avec beaucoup de précaution
à cause de l'arythmie cardiaque qui l'accompagne (Green, 1982; Short,
1987).
L'anesthésie par inhalation avec
masque peut être faite de façon assez sécuritaire et
assez efficace. Cependant, à cause de l'efficacité du système
respiratoire des oiseaux, des changements dans la profondeur de l'anesthésie
tendent à apparaître très rapidement, spécialement
chez les petits oiseaux (Muir et Hubbell, 1989; Lumb et Jones, 1984; Green,
1982). Le réveil est compliqué à cause de l'accumulation
de l'anesthésique dans les sacs aériens (Fowler, 1986; Ludders,
Mitchell et Schaefer, 1988). Les anesthésiques par inhalation ne
peuvent pas être utilisés pour des procédures thoraciques,
car les gaz traversent les sacs aériens ouverts (Christensen, Fosse,
Halverson et al. 1987), et une ventilation de pression positive
est nécessaire pour faire des procédures abdominales à
cause du diaphragme incomplet. L'immobilisation doit permettre les mouvements
du sternum pour la respiration. L'isoflurane est l'anesthésique
par inhalation le plus sécuritaire, suivi de l'halothane (Muir et
Hubbell, 1989).
k) Animaux à sang froid
Les anesthésiques habituellement
utilisés sont la combinaison tilétamine/zolazépam,
la kétamine, le Saffanmd, le méthanosulfonate
de tricaïne (MS-222) et les anesthésiques pour inhalation.
Les dosages varient largement entre les espèces. L'absorption et
l'excrétion des anesthésiques injectables sont directement
liées à la température du milieu.
Les poissons doivent être à
jeun pendant 24 à 48 heures pour prévenir les vomissements
(Green, 1982). Ils sont habituellement anesthésiés par immersion
ou au moyen d'un système de recirculation qui fait passer une solution
anesthésique à travers les branchies. On recommande le méthanesulfonate
de tricaïne (MS-222) (Brown, 1987) et la benzocaïne (Green, 1982)
même si d'autres anesthésiques incluant le gaz carbonique,
l'éther, l'hydrate de chloral, l'halothane et le Saffanmd
ont été utilisés (Muir et Hubbell, 1989; Lumb et Jones,
1984; Green, 1982). La benzocaïne est aussi efficace que le MS-222,
également sécuritaire pour le personnel et beaucoup moins
chère (Green, 1982). L'exposition de la benzocaïne aux rayons
solaires directs cause une rupture de l'agent et libère du chlore
hautement toxique (Poole, 1987).
Les reptiles et les amphibiens peuvent
être anesthésiés de façon efficace avec des
anesthésiques locaux, par immersion dans une solution anesthésique,
avec des anesthésiques injectables ou pour inhalation (Muir et Hubbell,
1989). L'hypothermie devrait être utilisée seulement pour
l'immobilisation au cours de procédures non douloureuses, parce
qu'on ne sait pas si l'analgésie a été induite ou
pas. Des dommages tissulaires sont aussi causés par suite de l'utilisation
de cette pratique. L'hypothermie n'est pas un anesthésique adéquat
pour des chirurgies majeures (Muir et Hubbell, 1989). Les amphibiens peuvent
être anesthésiés par immersion dans le MS-222, ce qui
produit une excellente relaxation musculaire et une excellente analgésie
(Muir et Hubbell, 1989; Green, 1982). Les anesthésiques injectables
préférés pour les reptiles incluent la kétamine
et la combinaison tilétamine/zolazépam, alors que le Saffanmd
et l'étorphine ont aussi été utilisés avec
succès (Muir et Hubbell, 1989; Fowler, 1986).
L'anesthésie par inhalation est
induite au moyen d'un tampon d'ouate imbibé d'un anesthésique
volatil que l'on met dans une boîte ou un sac en même temps
que l'animal, ou en utilisant la chambre à induction ou un masque
facial (Muir et Hubbell, 1989). On préfère l'halothane, l'isoflurane
et le métoxyflurane à l'éther (Muir et Hubbell, 1989).
Les reptiles sont relativement faciles à intuber, parce que leur
larynx est facile à voir. Leur rythme respiratoire lent et leur
habileté à retenir la respiration constituent des facteurs
de complication (Muir et Hubbell, 1989). Les anesthésiques pour
inhalation ne sont pas recommandés chez les tortues (Green, 1982).
Johnson (1992) considère qu'on doit
connaître la structure du système respiratoire des reptiles
pour l'administration d'anesthésiques aux amphibiens et aux reptiles.
Les mouvements respiratoires sont différents chez les serpents,
qui possèdent un poumon, chez les crocodiles, qui ont des diaphragmes,
et chez les lézards, qui ont des cavités pleuropéritonéales.
Il suggère que, les mouvements respiratoires pouvant être
faibles, il faudra peut-être assister la respiration si on utilise
un anesthésique volatil puisque ces animaux possèdent un
mauvais système d'expiration. De plus, Johnson note que les amphibiens
doivent être gardés humides si une anesthésie de longue
durée est prévue. Étant donné qu'ils sont tous
poïkilothermes, le fait de les garder à la température
idéale pour eux aura un effet sur l'absorption et l'excrétion
de l'anesthésique.
l) Invertébrés
Volk (1986) discute des méthodes
d'évaluation de la profondeur de l'anesthésie chez diverses
espèces d'invertébrés et donne la liste complète
des anesthésiques.
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